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《河南大学》 2016年
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干旱胁迫对小麦生理生化和组蛋白乙酰化修饰的影响

赵利娟  
【摘要】:小麦是我国重要的粮食作物之一,干旱是限制小麦产量的重要逆境因素。本研究以不同抗旱能力的“百农207”和“洛旱2号”为材料,利用20%PEG-6000高渗溶液处理幼苗来模拟干旱条件,检测干旱胁迫下两个小麦品种的生理生化指标、干旱反应基因的表达模式、全基因组组蛋白H3K9ac修饰的变化情况以及组蛋白乙酰化修饰酶表达水平,主要结果如下:(1)干旱胁迫过程中“百农207”和“洛旱2号”表型和生理生化指标的差异。为了比较“百农207”和“洛旱2号”响应干旱环境的能力,本研究分别测定了“百农207”和“洛旱2号”在正常生长状态下和PEG处理下的根长增长率、根鲜重、干重、地上部分鲜重、干重、叶片含水量、叶片渗透介质相对电导率,结果验证了“洛旱2号”响应干旱环境的能力优于“百农207”。(2)干旱胁迫过程中“百农207”和“洛旱2号”干旱反应基因的表达模式的差异。作物响应干旱胁迫应答的分子机制包括ABA依赖(ABA dependent)途径和非ABA依赖(ABA independent)途径,DREB2在两个途径中都起作用,Cor(cold-responsive)/Lea(late embryogenesis-abundant)是DREB2下游的重要基因。利用荧光定量PCR技术检测干旱胁迫下DREB2、LEA基因家族中的-Wdhn13和Wrab17基因转录水平。结果显示干旱胁迫2 h后,两个小麦品种的3个抗旱相关基因的转录水平迅速上升,随着干旱胁迫时间的增加,“百农207”持续下降,“洛旱2号”上升。(3)干旱胁迫过程中“百农207”和“洛旱2号”全基因组组蛋白H3K9ac修饰含量的变化。采用免疫染色(Immunostaining)和蛋白质免疫印迹(Western blot)技术揭示干旱胁迫下全基因组组蛋白H3K9ac乙酰化修饰的情况,结果表明:随着干旱胁迫时间的增加,“百农207”的组蛋白H3K9ac乙酰化修饰与正常生长状态下相比出现了显著的下降;在干旱胁迫24 h“洛旱2号”组蛋白H3K9ac乙酰化修饰含量与正常生长状态下相比则出现了显著的升高,随着胁迫时间的增加与正常生长状态下差异不显著。(4)干旱胁迫过程中“百农207”和“洛旱2号”组蛋白乙酰化修饰酶表达水平的差别。组蛋白乙酰化修饰是动态的可逆的过程,由组蛋白乙酰化转移酶(histone acetyltransferase HAT)和组蛋白脱乙酰化酶(histone deacetylase HDAC)两个作用相反的酶调控。为了从基因转录水平揭示抗旱性不同的小麦品种组蛋白乙酰化修饰的不同,我们利用荧光定量PCR技术检测了小麦组蛋白乙酰化转移酶编码基因HAT1、HAT2以及组蛋白脱乙酰化酶编码基因HDAC2、HDAC4的转录水平。结果发现,抗旱能力弱的“百农207”的组蛋白乙酰化转移酶基因HAT1、HAT2的转录水平整体下降,而组蛋白脱乙酰化酶基因HDAC2、HDAC4的转录水平整体上升;说明干旱胁迫下“百农207”整体乙酰化水平下降。抗性较强的“洛旱2号”,随着干旱胁迫时间的增长,HAT1、HAT2基因的转录水平持续升高;HDAC2、HDAC4基因的转录水平则显著下降,说明干旱胁迫下“洛旱2号”整体乙酰化水平上升,复水48 h后,与正常水平没有显著差异。
【关键词】:小麦 干旱胁迫 抗旱相关基因 组蛋白乙酰化
【学位授予单位】:河南大学
【学位级别】:硕士
【学位授予年份】:2016
【分类号】:S512.1;S423
【目录】:
  • 摘要4-6
  • ABSTRACT6-8
  • 缩写符号(Abbreviations)8-12
  • 1 前言12-24
  • 1.1 干旱胁迫对植物自身造成的伤害12
  • 1.2 植物干旱胁迫下的生理、生化调控12-15
  • 1.2.1 气孔调节13
  • 1.2.2 渗透调节13
  • 1.2.3 植物的氧化防御系统13-14
  • 1.2.4 功能蛋白等脱水保护14-15
  • 1.2.5 光合作用调节15
  • 1.3 植物抗旱的分子机制15-19
  • 1.3.1 植物逆境信号传递机制15-17
  • 1.3.2 干旱胁迫条件下基因的表达与调控17-19
  • 1.4 表观遗传学19-22
  • 1.4.1 DNA甲基化19-20
  • 1.4.2 组蛋白乙酰化20-21
  • 1.4.3 组蛋白甲基化21-22
  • 1.5 干旱胁迫下植物的表观调控22
  • 1.6 本研究的目的和意义22-24
  • 2 实验材料和方法24-36
  • 2.1 实验材料24-28
  • 2.1.1 实验材料处理24
  • 2.1.2 主要试剂24-27
  • 2.1.3 荧光定量PCR引物序列27-28
  • 2.2 试验方法28-36
  • 2.2.1 根长增长率的测定28
  • 2.2.2 地上部分、根鲜重的测定28
  • 2.2.3 地上部分、根干重的测定28
  • 2.2.4 根冠比的测定28
  • 2.2.5 叶片相对含水量的测定28
  • 2.2.6 叶片渗透介质相对电导率测定28-29
  • 2.2.7 RNA样品提取29-30
  • 2.2.8 cDNA第一链的合成30-31
  • 2.2.9 荧光定量PCR流程31-32
  • 2.2.10 免疫染色(Immunolstaining)32-33
  • 2.2.11 蛋白印迹(Western blot)33-36
  • 3 结果与分析36-50
  • 3.1 PEG胁迫下根长及生理生化指标的测定36-42
  • 3.1.1 干旱胁迫过程中根长增长率测定结果分析36-37
  • 3.1.2 干旱胁迫过程中根鲜重、根干重的测定结果分析37-38
  • 3.1.3 干旱胁迫过程中地上部分鲜重、干重的测定结果分析38-39
  • 3.1.4 干旱胁迫过程中根冠比测定结果分析39-40
  • 3.1.5 干旱胁迫过程中叶片含水量测定结果分析40-41
  • 3.1.6 干旱胁迫过程中电导率测定结果分析41-42
  • 3.2 干旱胁迫过程中干旱反应相关基因的表达模式分析42-44
  • 3.3 干旱胁迫过程中“百农207”和“洛旱2号”全基因组组蛋白H3K9ac修饰含量测定分析44-47
  • 3.3.1 免疫染色44-46
  • 3.3.2 蛋白印迹46-47
  • 3.4 干旱胁迫过程中“百农207”和“洛旱2号”组蛋白乙酰化修饰酶表达水平分析47-50
  • 4 讨论50-54
  • 4.1 干旱胁迫下不同抗性品种生理生化的改变50-51
  • 4.2 干旱胁迫下DREB2、LEA基因家族中Wdhn13和Wrab17基因的表达模式51
  • 4.3 干旱胁迫过程中不同抗性品种全基因组组蛋白H3K9ac修饰情况和组蛋白乙酰化修饰酶表达水平的分析51-52
  • 4.4 结论52-54
  • 参考文献54-62
  • 致谢62-63

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